فرآیند و کارکرد گیاهی

اثر غلظت­های مختلف روی بر برخی خصوصیات فیزیولوژیک
 گیاه اسفرزه (Plantago ovata L.) تحت تنش شوری

پروانه حسین زاده¹، احمد مهتدی^*1، محسن موحدی دهنوی² و طهماسب آسمانه¹

¹ گروه زیست شناسی، دانشکده علوم، دانشگاه یاسوج،² گروه زراعت و اصلاح نباتات، دانشکده کشاورزی، دانشگاه یاسوج

 (تاریخ دریافت: 17/07/93، تاریخ پذیرش نهایی: 21/02/1394)

چکیده:

استفاده از کودهای ریزمغذی مانند روی در شرایط بروز عوامل محدودکننده طبیعی از جمله شوری می­تواند کمک بسیار مهمی در توسعه کشت گیاهان دارویی در اکثر نقاط کشور نماید. به منظور بررسی عکس العمل گیاه دارویی اسفرزه (Plantago ovata L.) نسبت به مصرف روی در شرایط تنش شوری، در پاییز 1392 آزمایشی گلدانی به صورت فاکتوریل در قالب طرح کاملاً تصادفی با چهار تکرار اجرا شد. شوری با کلرید سدیم در پنج سطح (0، 50، 100، 150 و 200 میلی­مولار) و روی از منبع سولفات روی با سه سطح (85/3 (شاهد)، 7/7 و 55/11 میکرومولار) انتخاب شدند. نتایج نشان داد اثر شوری و روی و برهم­کنش آن­ها بر بیشتر شاخص­های فیزیولوژیک گیاه اسفرزه معنی­دار بودند. با افزایش غلظت روی در سطوح شوری صفر، 100 و 150 میلی­مولار، قند محلول برگ 50 درصد افزایش یافت. در سطح صفر و 200 میلی­مولار شوری، با افزایش غلظت روی میزان پرولین بیش از دو برابر افزایش یافت. شوری موجب افزایش درصد نشت الکترولیت­ها شد به طوری که با افزایش هر سطح شوری میزان نشت از 30 تا 50 درصد افزایش نشان داد. پروتئین محلول برگ با افزایش مصرف روی 36 درصد افزایش یافت. به طور کلی مصرف 7/7 میکرو­مولار روی در همه صفات نتیجه بهتری را به همراه داشته است و از طرفی در سطوح شوری بالا در صورت مصرف مقادیر زیاد روی، مقدار مواد محلول سازگار (قند­های محلول و پرولین برگ) افزایش یافت. بنابراین می توان برای کاهش اثر شوری غلظت روی را در محلول هوگلند تا 7/7 میکرو­مولار افزایش داد.

کلمات کلیدی: اسفرزه، خصوصیات فیزیولوژیک، روی، شوری

مقدمه:

اسفرزه یکی از گیاهان دارویی است که به سبب سازگاری آن با مناطق بیابانی می­تواند در شرایط بروز عوامل محدود کننده محیطی همانند شوری تا حدی رشد نماید. ارزش دارویی این گیاه به موسیلاژ موجود در لایه های سطحی پوست دانه های آن می­باشد Patel and Mehta, 1986)). عناصر ریز مغذی برای رشد طبیعی گیاهان مورد نیاز هستند و ضمن شرکت در ساختار بعضی از اندامک­‎ها، در واکنش‎­های بیو­شیمیایی دخالت دارند. روی یکی از ضروری‌ترین عناصر ریز­مغذی است که در بسیاری از اعمال زیستی نقش دارد، به عنوان مثال روی باعث ثبات غشای پلاسمایی سلول­ها شده و همچنین کو­فاکتور بسیاری از آنزیم­های آنتی اکسیداتیو است (Zhao et al., 2005). گیاهان عمدتاً روی را به صورت کاتیون دو ظرفیتی جذب می­کنند Nan et al., 2002)). شوری خاک به دلیل جلوگیری از جذب آب و عناصر غذایی به درون گیاه یکی از محدودیت‌­های رشد گیاهان زراعی محسوب می­شود. واکنش معمول گیاهان به بالا رفتن غلظت نمک در محیط ریشه؛ تنش اسمزی، سمیت یونی و کمبود عناصر غذایی است. هنگامی که گیاه در شرایط شوری قرار می­گیرد، جریان متعادل انتقال یون های سدیم، کلر و دیگر یون­ها مانند پتاسیم و کلسیم به هم می‎خورد Good and Zaplachiniski, 1994)). شوری موجب تغییرات ساختمانی در ساقه و بافت آوندی گیاهان تحت تنش شده به‎‎­طوری که بر اثر شوری تعداد دستجات آوندی کمتر و از اندازه آنها نیز کاسته می‌شود. ولی مصرف روی تشکیل دستجات آوندی را در گیاهان تحت تنش شوری بهبود می بخشد (کشاورز و ملکوتی، 1384). Hassan و همکاران (1970) همبستگی مثبت بین شوری، روی و منگنز و هبستگی منفی با آهن و مس را در جو (Hordeu mvulgare) گزارش نمودند. گزارش شده که اضافه نمودن روی اثر سوء کلرید سدیم را در برنج (Oryza sativa) و باقلا (Vicia faba) تعدیل می­نماید. همچنین گزارش شده که روی نقش مهمی در بهبود عملکرد و درصد پروتئین گندم در شرایط شور دارد Khoshgoftarmanesh et al., 2002)).

با توجه به اهمیت و نقش گیاهان دارویی در صنایع مختلف و همچنین وجود منابع آب و خاک شور فراوان در کشور، نکته حائز اهمیت در تولید و پرورش این گونه­های ارزشمند، افزایش تولید آنها با مدیریت صحیح می­باشد. از نظر اقتصادی در بسیاری از موارد برای کاهش اثر خاک های خشک و شور از کود ریز مغذی روی استفاده می شود. لذا بررسی استفاده از کودهای ریزمغذی مانند روی در شرایط بروز عوامل محدودکننده طبیعی (شوری) می­تواند کمک بسیار مهمی در توسعه کشت گیاه دارویی اسفرزه در اکثر نقاط کشور نماید. لذا تحقیق حاضر به منظور بررسی اثر روی بر برخی خصویات فیزیولوژیک گیاه اسفرزه در تنش شوری انجام شد.

مواد و روش­ها:

گیاه اسفرزه (Plantago ovata) از خانواده بارهنگ (Plantaginaceae) می باشد. بذر این گیاه از موسسه پاکان بذر اصفهان تهیه شد. این آزمایش گلدانی در پاییز 1392 در گلخانه دانشکده کشاورزی دانشگاه یاسوج انجام گرفت. آزمایش بصورت فاکتوریل در قالب طرح کاملاً تصادفی با چهار تکرار انجام شد. شوری با پنج سطح 0، 50 ، 100، 150 و 200 میلی‌مولار و روی با سه سطح 85/3 ، 7/7 و 55/11 میکرومولار بود (غلظت های مختلف روی از نمک سولفات روی (ZnSO₄ * 7H₂O Merck) و شوری از کلرید سدیم (NaCl Merck) تهیه گردید). با توجه به اینکه غلظت روی در محلول هوگلند مورد استفاده 85/3 میکرومولار بود لذا این غلظت روی به عنوان شاهد در نظر گرفته شد و 2 و 3 برابر این غلظت به عنوان سطوح تیمار استفاده شد.

واحد­های آزمایشی شامل گلدان­هایی با ابعاد 20×20 و ارتفاع 25 سانتی­متر و حاوی ماسه نرم و کاملاً شسته شده بودند که به این منظور 5 بار با آب به خوبی شستشو شدند. در هر گلدان 10 تا 15 عدد بذر به عمق حدود 3 سانتی­متر قرار گرفت. از مرحله­ی کاشت تا مرحله­ی جوانه­زنی آبیاری با آب صورت گرفت. سپس ماده غذایی یک چهارم هوگلند استفاده شد. در مرحله دو برگی به بعد با محلول غذایی یک دوم هوگلند (Hoagland and Arnon, 1950) آبیاری شدند. ترکیب محلول مورد استفاده عبارت است از:

1.755 mM Ca(NO₃)₂, 1.925 mM KNO₃, 0.815 mM MgSO₄, 0.318 mM NH₄H₂PO_{4 ,} 0.069 mM FeSO₄, 0.082 mM H₃BO₃, 0.061 mM MnCl₂, 0.004 mM ZnSO₄, 0.002 mM CuSO₄ and 0.0006 mM MoO₃.

دو هفته بعد از استقرار، بوته­ها در گلدان تنک شدند و 6 بوته در هر گلدان باقی ماند. در مرحله چهار برگی، ابتدا تیمار سولفات روی بر اساس تیمارهای آزمایشی ذکر شده اعمال و بعد از سه روز تیمار شوری اعمال گردید. میزان روی محاسبه شده در محلول نیم هوگلند 85/3 میکرومولار بود که به عنوان شاهد در نظر گرفته شد و بقیه تیمارها با اضافه کردن سولفات روی به محلول نیم هوگلند تهیه می­شدند. جهت اعمال شوری، تیمارهای شوری به طور کامل از ابتدا اعمال نشد بلکه اضافه کردن شوری در ابتدا به میزان 50 میلی­مولار شوری در هر سطح (جهت سازگار شدن گیاهان) انجام شد. در نوبت­های بعد این مقادیر افزایش یافت و بعد از حدود دو هفته کل تیمار شوری مربوط به هر سطح اعمال گردید و در نهایت به سطوح شوری مورد نظر (پنج سطح تنش شوری صفر، 50، 100، 150 و 200 میلی­مولار محلول کلرید سدیم) رسید که معادل 3/1، 15/6، 89/11، 32/16 و 3/21 دسی­زیمنس بر متربود. در زمان مشاهده شوره در سطح گلدان­ها، به منظور جلوگیری از تجمع بیش از حد نمک، علاوه بر زهکشی گلدانی، آبشویی با آب مقطر به­طور یکنواخت برای تمامی تیمارها صورت گرفت تا شوره از بین رفته و آبشویی کامل صورت گیرد (پس از مشاهده شوره به میزان حدود 1 لیتر در هر گلدان با آب مقطر آبشویی کامل صورت گرفت تا شوره مشاهده شده از بین رود).

دو ماه بعد از شروع اعمال شوری، از هر گلدان سه بوته انتخاب گردید. نمونه‌گیری از گلدان‌ها در ساعت 8 صبح انجام شد. به منظور جلوگیری از تغییر میزان پرولین، رنگدانه‌های کلروفیل، پروتئین و قندهای محلول، نمونه‌ها پس از قرارگرفتن در ظرف حاوی یخ، به آزمایشگاه منتقل شده و تا زمان استفاده در دمای 40- درجه‌سانتی‌گراد نگهداری شدند. در پایان آزمایش محتوای آب نسبی، درصد نشت الکترولیت، پرولین، قند محلول برگ، شاخص کلروفیل، پروتئین محلول برگ و مساحت برگ­های یک بوته اندازه‌گیری شد. برای اندازه­گیری میزان آب نسبی (RWC) از روش Mishra and Choudhuri (1999) و از برگ تازه گیاهی و بر اساس رابطه زیر استفاده شد.

RWC= {( وزن آماس) / (وزن خشک شده در آون _ وزن تر_ وزن خشک شده در آون)}× 100

برای اندازه­گیری درصد نشت الکترولیت مطابق روش Beltrano and Ranco (2008) 2/0 گرم وزن تر برگ از هر تکرار انتخاب شد و به صورت برش­های 10 الی 15 میلی­متری قیچی گردید. سپس نمونه­ها در ظرف آب مقطر به مدت 24 ساعت در دمای اتاق نگه­داری شد و EC آن اندازه­گیری گردید. در مرحله بعد برگ­ها در حمام آب جوش در دمای 75 درجه سانتی­گراد به مدت 90 دقیقه گذاشته شد و برای بار دوم EC آن­ها (EC₂) پس از سرد شدن اندازه­گیری گردید. درصد هدایت الکتریکی بیانگر مقدار نشت الکتریکی مواد از غشاء می­باشد که مطابق فرمول زیر محاسبه گردید. EC₁ و EC₂ هدایت الکتریکی محلول­ها به ترتیب قبل و بعد از جوشیدن بوده است.

%EC= (EC₁/EC₂) ×100

میزان پرولین از روش Paquine and Lechasseur (1979) و میزان کل قند­های محلول نیز از روش Irigoyen و همکاران (1992) اندازه­گیری شد. برای اندازه­گیری پرولین و قند­های محلول ابتدا از 5/0 گرم از بافت برگی عصاره اتانولی تهیه شد. سپس میزان پرولین با کمک معرف نین هیدرین و بنزن و با استفاده از منحنی استاندارد محاسبه شد. برای محاسبه قندهای محلول، 1/0 میلی‎­لیتر از عصاره الکلی انتخاب شد و سپس 3 میلی‎لیتر آنترون تازه تهیه شده به آن اضافه و به‎ مدت 10 دقیقه در حمام آب جوش قرار داده شد. پس از خنک شدن نمونه‎­ها در محیط آزمایشگاه، میزان جذب نمونه‎­ها در طول موج 625 نانومتر با استفاده از دستگاه اسپکتروفتومتر (مدل SHIMADZO 54A) قرائت گردید و با استفاده از منحنی استاندارد میزان قندهای محلول محاسبه گردید. شاخص کلروفیل برگ با دستگاه اسپاد (مدل SPAD-502PLUS) قرائت شد. جهت اندازه‌گیری میزان کمی پروتئین از روش Bradford  (1976) استفاده شد که مقدار 2/0 گرم از بافت برگ نگهداری شده در فریزر (دمای 40- درجه سانتی‌گراد) در هاون چینی سرد و در ظرف یخ با 2 میلی‌لیتر بافر فسفات 1/0 مولار با اسیدیته 8/6 هموژن و سانتریفیوژ گردید. مایع بالایی بدست آمده برای اندازه‌گیری مقدار پروتئین محلول مورد استفاده قرار گرفت و جذب نمونه در طول موج 595 نانومتر با دستگاه اسپکتروفتومتر (مدل SHIMADZO 54A) قرائت گردید.

برای محاسبه متوسط مساحت برگ یک بوته، از هر گلدان 3 بوته انتخاب شد. سپس طول و عرض برگ­های هرکدام از بوته­ها بر حسب سانتی­متر در همدیگر و در ضریب 7/0 ضرب شدند و در نهایت میانگین مساحت برگ این سه بوته بر حسب سانتی­متر محاسبه گردید (براساس معادله رگرسیون خطی بین مساحت حقیقی و مساحت تخمینی (بزرگترین عرض × طول)، ضریب 7/0 یا شیب خط محاسبه گردید). تجزیه آماری با استفاده از نرم افزارهای  SASو رسم نمودارها با  Excelو مقایسه‌ میانگین‌های اثرات اصلی با آزمون حداقل میانگین مربعات (LSD) در سطح 5% و برای صفاتی که اثر متقابل معنی­دار داشتند از روش برش‌دهی و مقایسه میانگین به روش  L.S.Meansاستفاده گردید.

نتایج و بحث:

سطح برگ: جدول تجزیه واریانس (جدول 1) بیانگر معنی‌دار بودن برهم­کنش شوری و روی برای سطح برگ در سطح احتمال 5% بود. مقایسه میانگین شوری و روی (جدول 2) نشان داد که در سطح شوری 100 میلی­مولار، مصرف کمترین میزان روی موجب شد بیشترین سطح برگ (2/12 سانتی­متر مربع) بدست آید. کمترین سطح برگ (6/2 سانتی­متر مربع) نیز در بالاترین سطح شوری و بیشترین میزان روی مصرفی بدست آمد طوری­که با بیشترین سطح برگ 68/78 درصد اختلاف داشت. عناصری همانند روی، که به مقدار کم مورد نیاز هستند عناصر کم مصرف نام دارند. نیاز کم گیاهان به عناصرکم­مصرف را می­توان به علت مشارکت این عناصر در واکنش­های آنزیمی و شرکت در اجزاء هورمون­های گیاهی دانست. روی، مانند بسیاری از عناصر غذایی کم­مصرف دیگر اگر به مقدار زیاد استفاده شود برای گیاه سمی است. در این مطالعه اثر سمیت شوری و افزایش روی در محلول غذایی اثر هم افزایی داشته و باعث کاهش سطح برگ شدند.

جدول برش دهی (جدول 3) نیز نشان داد که اثر روی بر سطح برگ در همه‌ی سطوح شوری (به جز سطح شوری 50 میلی­مولار) معنی‌دار بود. در سطح اول شوری مصرف 7/7 میکرومولار روی با بیشترین سطح برگ همراه بود. در سطح سوم شوری با مصرف کمترین میزان روی بیشترین سطح برگ بدست آمد. در سطح چهارم نتایجی مشابه با سطح اول بدست آمد. و بالاخره در سظح 200 میلی مولار شوری مصرف کمترین میزان روی باعث شد بیشترین سطح برگ بدست آید (جدول 2). در این مطالعه در همه سطوح شوری، مصرف مقادیر زیاد روی با کاهش سطح برگ همراه بود. کاهش سطح برگ مهم‌ترین دلیل کاهش رشد گیاه بر اثر شوری عنوان می­‌شود (Wang et al., 2001). در اثر شوری سرعت گسترش برگ­ها کاهش یافته و در واقع سریع­ترین واکنش در مقابله با تنش شوری کاهش توسعه سطح برگ است و به دنبال آن با افزایش شدت تنش، رشد و توسعه سطح برگ متوقف می­شود (Zhu, 2001). طبق نتایج بدست آمده مصرف مقادیر زیاد روی با کاهش سطح برگ همراه بود. بهتاش و همکاران (1389) گزارش کردند که کاربرد روی در گیاه چغندر لبویی باعث افزایش معنی­دار سطح برگ گردید. در این مطالعه مقادیر کم و متوسط کاربرد روی سطح برگ را افزایش داد اما کاربرد مقادیر زیاد روی به دلیل اثر سمیت، کاهش سطح برگ را موجب شد.

شاخص کلروفیل: تجزیه واریانس داده‌­ها نشان داد که اثر تنش شوری در سطح 1% و روی در سطح احتمال 5% بر میزان شاخص کلروفیل معنی­دار بودند اما برهم­کنش شوری و روی بر این صفت معنی­دار نشد (جدول 1). با توجه به شکل 1، افزایش سطح شوری موجب کاهش میزان شاخص کلروفیل شد. در تیمار بدون تنش بیشترین میزان شاخص کلروفیل (9/40) بدست آمد و کمترین میزان شاخص کلروفیل (3/35) مربوط به سطح شوری 150 میلی­مولار بود، که البته با سطوح 100 و 200 میلی مولار تفاوت معنی­داری نداشت. نتایج نشان داد که با افزایش غلظت شوری میزان شاخص کلروفیل 69/13 درصد کاهش یافت. در تأیید نتایج بدست آمده، حیدری و همکاران (1390) بیان کردند که با افزایش سطح تنش شوری از شاهد به 200 میلی­مولار نمک NaCl در محیط ریشه، از میزان کلروفیل کاسته می­شود. با افزایش غلظت نمک در محیط رشد، محتوای کلروفیل برگ به دلیل کمبود یون­های منیزیم و پتاسیم (به عنوان عناصر اصلی در سنتز کلروفیل) و کاهش نسبت پتاسیم به سدیم و همچنین تخریب ساختمان کلروفیل کاهش می یابد (Oraei et al., 2009) که نتایج این تحقیق نیز کاهش نسبت پتاسیم به سدیم را نشان داد. از دیگر دلایل کاهش محتوای کلروفیل، به علت مشترک بودن مسیر بیوسنتزی کلروفیل و آلفا توکوفرول می­باشد که گیاه در این شرایط (تنش شوری) می‌­تواند با توقف بیوسنتز کلروفیل، مسیر بیوسنتزی

جدول 1- تجزیه واریانس سطح برگ، شاخص کلروفیل، محتوای قند، پرولین، پروتئین، درصد نشت الکترولیت­ها و محتوای آب نسبی اسفرزه

* و ** به ترتیب نشان‌دهنده معنی‌­دار بودن در سطح احتمال 5 و 1 درصد و ns معنی‌­دار نمی‌باشد.

جدول 2- اثر برهم­کنش شوری و روی، بر قندهای محلول، پرولین و درصد نشت الکترولیت­ها در اسفرزه

اعداد با حروف مشابه در هر ستون و در هر سطح شوری تفاوت معنی­داری در سطح پنج درصد بر اساس آزمون L.S.Means ندارند.

آلفا توکوفرول را فعال نماید و همچنین ممکن است به دلیل تغییر مسیر متابولیسم نیتروژن در ساخت ترکیب­‌هایی نظیر پرولین باشد که برای تنظیم اسمزی به کار می­‌روند
(Kaya et al., 2001).

نتایج شکل 2، نشان داد که بیشترین میزان شاخص کلروفیل (2/38) با مصرف کمترین میزان روی (85/3 میکرومولار) بدست آمد که البته با مصرف 7/7 میکرومولار روی تفاوت معنی­داری نداشت و با مصرف بیشترین میزان روی (55/11

جدول 3- تجزیه واریانس برش دهی اثر شوری بر سطح برگ، محتوای قند، پرولین و درصد نشت الکترولیت­ها در اسفرزه

* و ** به ترتیب نشان‌دهنده معنی‌­دار بودن در سطح احتمال 5 و 1 درصد و ns معنی‌­دار نمی‌باشد.

شکل 1- اثر شوری بر شاخص کلروفیل گیاه اسفرزه (مقادیر میانگین ± خطای استاندارد می­باشند)

شکل 2- اثر روی بر شاخص کلروفیل گیاه اسفرزه (مقادیر میانگین ± خطای استاندارد می­باشند)

میکرومولار)، کمترین میزان شاخص کلروفیل معادل 1/36 بدست آمد که با بیشترین میزان 49/5 درصد اختلاف داشت. روی از طریق محافظت از گروه سولفیدریل باعث سنتز کلروفیل می­گردد (Cakmak, 2000). پورفووبیلینوژن پیش ماده کلروفیل می­باشد که برای تشکیل این ماده منیزیم و روی مورد نیاز است (Beale, 1999). در حضور روی تشکیل و تکمیل کلروفیل تسهیل می­گردد (Lebedev and Timco, 1998). اما در این آزمایش نتایج عکسی بدست آمد و با افزایش مصرف روی، شاخص کلروفیل به میزان ناچیزی کاهش یافت که ممکن است به دلیل اثر روی بر سطح برگ باشد که با افزایش سطح برگ، کلروفیل رقیق می شود. روی، مانند بسیاری از عناصر غذایی کم­مصرف دیگر اگر به مقدار زیاد استفاده شود برای گیاه سمی است.

قندهای محلول: جدول 1، نشان داد که برهم­کنش شوری و روی در سطح احتمال 1٪ بر محتوای قند گیاه اسفرزه معنی‌­دار شد. طبق نتایج جدول 3، بیشترین مقدار قند معادل 6/12 میلی گرم بر گرم وزن تر برگ از مصرف 55/11 میکرومولار روی در سطح شوری 200 میلی­مولار بدست آمد و کمترین آن معادل 3/5 میلی­گرم بر گرم وزن تر برگ مربوط به کمترین سطح شوری و کمترین میزان روی مصرفی بود که نسبت به بیشترین مقدار 93/57 درصد کاهش نشان داد. طبق نتایج گزارش شده در جدول 3، در تمام سطوح شوری (به جز سطح 200 میلی مولار) اثر روی بر محتوای قند معنی­دار می­باشد. جدول 3 نشان داد که در اولین سطح شوری (شاهد) و شوری 150 میلی­مولار،‌ بالاترین روی مصرفی بیشترین محتوای قند را ایجاد کرد. در سطح شوری 50 میلی­مولار، مصرف 85/3 میکرومولار روی و در سطح شوری 100 میلی­مولار، مصرف 7/7 میکرومولار روی با بیشترین محتوای قند همراه بودند. به طور کلی در همه سطوح شوری (به جز سطح 50 میلی­مولار) با افزایش مصرف روی، محتوای قند محلول افزایش می­یابد (جدول 2).

روی در متابولیسم کربوهیدارت­ها در گیاهان دخالت دارد. خلد برین و اسلام زاده (1384) اعلام کرد که عنصر روی به عنوان یک کوفاکتور در فعال کردن چندین آنزیم دخالت می کند که این آنزیم­ها در متابولیسم کربوهیدرات و پروتئین نقش دارند. مطالعات بیوشیمیایی نشان داده که در گیاهان تحت تنش شوری تعدای از ترکیبات آلی (محلول­های سازگارکننده) تجمع می­یابد، این ترکیبات تداخلی در فرایندهای شیمیایی آن­ها وارد نمی­کنند. از این ترکیبات می­توان به انواعی از کربوهیدرات­های محلول (مانیتول، ساکارز، رافینوز و الیگوساکارید) و ترکیبات نیتروژنه (اسیدهای آمینه، پرولین و گلیسین بتائین) اشاره کرد. با افزایش شوری جذب یون­های Na⁺ و Cl^- وجود دارد و این یون­ها در واکوئل کده­بندی می­شوند، در این شرایط واکوئل پتانسیل آبی پایینی دارد و آب را از سیتوپلاسم جذب می­کند (Basra and Basra, 1997)؛ برای رفع این مشکل گیاه محلول های آلی تولید می­کند. افزایش قندهای محلول در طی تنش می‌­تواند به دلیل تخریب کربوهیدرات­‌های نامحلول، سنتز این ترکیبات از مسیرهای غیر فتوسنتزی و متوقف شدن رشد گیاه باشد (قربانلی و همکاران، 1384). افزون بر این، کاهش مصرف قند به دلیل کاهش فتوسنتز در طی تنش شوری نیز عامل دیگری برای افزایش غلظت قندهای محلول در سلول می­تواند باشد (Parvaiz and Satyawati, 2008).

این افزایش در غلظت قندهای محلول می‌­تواند یک پاسخ نسبت به تغییرات میزان محتوای آب نسبی و پتانسیل آب برگ‌­ها در اسفرزه باشد، زیرا افزایش در غلظت قندهای محلول تحت شرایط تنش شوری در بهبود وضعیت آب برگ و القای تحمل به تنش شوری نقش مهمی ایفا می‌­کند.

پرولین: طبق نتایج جدول 1، برهم­کنش شوری و روی در سطح احتمال 1% بر صفت پرولین معنی­دار بود. جدول 3، نشان می­دهد که بیشترین میزان پرولین معادل 34/4 میکرومول بر گرم وزن تر برگ از مصرف 7/7 میکرومولار روی در بیشترین سطح شوری بدست آمد. کمترین میزان پرولین (86/0 میکرومول بر گرم وزن تر برگ) نیز از کمترین میزان روی مصرفی در تیمار شاهد (سطح شوری صفر) بدست آمد، که نسبت به بیشترین میزان پرولین 18/80 درصد کاهش نشان داد.

طبق نتایج جدول 3، در سه سطح شوری صفر (شاهد)، 100 و 200 میلی­مولار، روی اثر معنی­داری بر میزان پرولین داشت. جدول 3، نشان می­دهد که در تیمار شاهد، مصرف بالاترین میزان روی باعث شد بیشترین میزان پرولین به وجود آید که البته با مصرف 7/7 میکرومولار روی تفاوت معنی­داری نداشت. در سطح شوری 100 میلی­مولار، مصرف کمترین میزان روی و در سطح 200 میلی­مولار شوری، مصرف 7/7 میکرومولار روی، بیشترین میزان پرولین را ایجاد کردند. نتایج نشان دادند که افزایش غلظت شوری موجب افزایش میزان پرولین شده است؛ از طرفی در تیمار شاهد با افزایش مصرف روی میزان پرولین نیز افزایش پیدا می­کند اما در سطح شوری 50، 150 و 200 میلی­مولار با افزایش مصرف روی تا حد 7/7 میکرومولار میزان پرولین افزایش می­یابد و مقادیر بیشتر از آن با کاهش میزان پرولین همراه است (جدول 2). Delaney و همکاران (1993) اعلام کردند عناصر روی و منگنز به­خصوص در ارقام متحمل به خشکی در شرایط تنش نقش افزایش دهنده در فرایند تنظیم اسمزی (به­واسطه افزایش میزان پرولین و یا قندهای محلول) دارند. پرولین به­طور کلی از دو مسیر عمده ساخته می­شود، مسیر گلوتامات که آنزیم­های آن در سیتوپلاسم قرار دارند و مسیر اورنتین که آنزیم­های آن در میتوکندری واقع هستند. مسیر گلوتامات در گیاهان آلی اهمیت بیشتری دارد و به­نظر می­رسد آنزیم­های کلیدی این مسیر به محلول­پاشی روی و آهن واکنش مثبت نشان می­دهند (Delaney et al., 1993). Cavelierl (1983) اعلام کرد افزایش پرولین در گیاهان تحت تنش شوری در واقع نوعی واکنش از طرف گیاه به کاهش پتانسیل آب در محیط ریشه است. پرولین به تنظیم اسمزی در طول تنش (McNeil et al., 1999) و حفظ ساختمان اولیه ماکرومولکول‌­ها و غشاها در طول افزایش دهیدراسیون کمک می­‌نماید (Hoekstra et al., 2001). پرولین در کنار تنظیم اسمزی وظایف دیگری همچون حفاظت از غشای پلاسمایی، زدودن رادیکال­های هیدروکسیل و اکسیژن فعال نیز دارد و می­تواند منبعی برای کربن و نیتروژن قرار گیرد (Bartels and Sunkar, 2005).

در نهایت، می‌­توان اظهار داشت که برای جبران حداقل برخی اثر­های مضر تنش، عناصر ریز مغذی مانند روی که در تنظیم اسمزی اسفرزه (بواسطه افزایش میزان پرولین و یا قندهای محلول) نقش مهمی بازی می­‌کنند، می‌­تواند در مقاومت به تنش شوری این گیاه مؤثر بوده و ایفای نقش کند.

درصد نشت الکترولیت­ها: نتایج تجزیه واریانس حاکی از معنی‌­دار بودن برهم­کنش شوری و روی بر درصد نشت الکترولیت­ها بود (جدول 1). مقایسه میانگین برهم­کنش شوری و روی بر درصد نشت الکترولیت­ها (جدول 2) نشان داد که با مصرف 58/3 میکرومولار روی، بیشترین درصد نشت الکترولیت­ها (2/80 درصد) مربوط به سطح 200 میلی­مولار شوری و کمترین آن (4/4 درصد) مربوط به سطح صفر میلی‌ مولار شوری بود. کمترین و بیشترین درصد نشت الکترولیت­ها 51/94 درصد با هم اختلاف داشتند. افزایش میزان یون سدیم در اندامک‌­های سلول نظیر کلروپلاست و واکوئل، باعث ایجاد تغییرات ساختمانی و افزایش نشت غشا می‌­گردد.

مقایسه میانگین به روش برش­دهی (جدول 3) نیز نشان داد که اثر روی بر درصد نشت الکترولیت­ها، فقط در سظح 200 میلی­مولار شوری معنی‌­دار گردید. در این سطح شوری با مصرف 58/3 میکرومولار روی بیشترین درصد نشت به دست آمد که البته با مصرف 55/11 میکرومولار روی تفاوت معنی داری نداشت؛ و کمترین درصد نشت مربوط به مصرف 7/7 میکرومولار سولفات روی بود. به طور کلی افزایش سطوح شوری با افزایش درصد نشت همراه بود؛ به طوری که با افزایش هر سطح شوری میزان نشت از 30 تا 50 درصد افزایش نشان داد (جدول 2). از طرفی در سطوح شوری بالا، افزایش میزان روی باعث کاهش درصد نشت الکترولیت­ها شد. روی باعث ثبات غشای پلاسمایی سلول­ها می­شود (et al., 2005 Zhao) و همچنین از طریق افزایش آنزیم­های آنتی اکسیداتیو از آثار مخرب رادیکال­های آزاد و مواد اکسیدکننده جلوگیری می­کند (Aravind and Prasad, 2003) بنابراین نشت الکترولیت­ها کاهش می­یابد. شوری می­تواند از طریق تولید گونه­های مختلف احیاگرهای اکسیژن (Reactive Oxygen Species ,ROS) سبب تنش اکسیداتیو نیز شود (Ashraf and Harris, 2004). این ترکیبات به بسیاری از ترکیبات سلولی نظیر چربی­ها، پروتئین­ها، کربوهیدرات­ها و اسیدهای نوکلئیک صدمه می­زنند و با تغییر ساختمان غشا، در اثر پراکسیداسیون چربی­ها و پروتئین­ها (Liang et al., 2003)، تراوایی غشای سلولی را افزایش می­دهند که منجر به نشت الکترولیت­های موجود در داخل سلول به سمت بیرون می­شود و در نتیجه رشد گیاه تحت تأثیر قرار می­گیرد.

پروتئین محلول برگ: اثر تنش شوری در سطح احتمال 5% و روی در سطح احتمال 1% بر میزان پروتئین محلول برگ معنی­داری بود، اما برهم­کنش آن­ها بر این صفت معنی­دار نبود (جدول 1). بیشترین میزان پروتئین محلول در سطح شوری 50 میلی­مولار به میزان 7/7 میلی­گرم بر گرم وزن تر برگ بدست آمد که با سطح شوری 100 میلی­مولار تفاوت معنی­داری نداشت. سطح شوری 150 میلی­مولار باعث بدست آمدن

شکل 3- اثر شوری بر پروتئین محلول برگ گیاه اسفرزه (مقادیر میانگین ± خطای استاندارد می­باشند)

شکل 4- اثر سولفات روی بر پروتئین محلول برگ گیاه اسفرزه (مقادیر میانگین ± خطای استاندارد می­باشند)

کمترین میزان پروتئین محلول (3/5 میلی­گرم بر گرم وزن تر برگ) گردید که نسبت به سطح شوری 50 میلی­مولار، 16/31 درصد کاهش نشان داد (شکل 3). در تأیید نتایج بدست آمده، حیدری و همکاران (1390) بیان کردند که با بالا رفتن میزان شوری از شاهد به 200 میلی­مولار نمک NaCl به طور معنی داری از مقدار پروتئین­های محلول گیاه اسفرزه کاسته می­شود؛ میزان این کاهش معادل 1/42 درصد بود. شوری موجب ممانعت از سنتز پروتئین‌­ها در گیاه می­‌شود و در نتیجه مقدار پروتئین‌­های موجود در گیاه در پاسخ به شوری کاهش می­‌یابد (Parida and Das, 2005). همچنین شوری با تغییر در ساختمان پروتئین‌­ها موجب کاهش فعالیت بسیاری از آنزیم‌ های موجود در گیاه می‌­گردد؛ برای مثال، سبب کاهش فعالیت آنزیم اصلی فتوسنتز، یعنی روبیسکو، می­‌شود و به نظر می­‌رسد که این کاهش فعالیت، ناشی از اختلال اسیدیته استرومای کلروپلاست به دنبال خروج یون پتاسیم و همچنین تغییر ساختار فضایی این آنزیم به دلیل آب کشیدگی سلول می‌­باشد (Parida and Das, 2005).

بیشترین میزان پروتئین محلول برگ (7/7 میلی­گرم بر گرم وزن تر برگ) با مصرف 7/7 میکرومولار روی بدست آمد. مصرف 85/3 میکرومولار روی باعث شد میزان پروتئین محلول 36/36 درصد کاهش یابد و به 9/4 میلی­گرم بر گرم وزن تر برگ برسد (شکل 4). طبق نتایج، مصرف مقادیر بالا و پایین روی با کاهش میزان پروتئین محلول برگ همراه بودند اما با مصرف 7/7 میکرومولار روی میزان پروتئین محلول افزایش یافت. تحقیقات نشان می­دهد مصرف برخی از عناصر ریزمغذی و از همه مهم­تر عنصر روی باعث افزایش پروتئین محلول در اندام های هوایی و دانه ذرت می­شود (شرفی و همکاران، 1381). روی از طریق اتصال به گروه سولفیدریل (-SH) باعث استحکام آنزیم­ها، پروتئین­ها و ساختمان چربی غشای سلول می­شود (Powell, 2000). خلد برین و اسلام زاده (1384) بیان

شکل 5- اثر شوری بر محتوای آب نسبی برگ گیاه اسفرزه(مقادیر میانگین ± خطای استاندارد می­باشند)

می­کنند که در شرایط کمبود روی، فعالیت آنزیم RNA پلی­مراز و انتقال اسیدهای آمینه کاهش یافته و تجزیه و تخریب RNA شدت می­یابد؛ در نتیجه سنتز پروتئین به شدت کاهش می­یابد.

محتوای آب نسبی: اثر متقابل تنش شوری و روی بر محتوای آب نسبی معنی­دار نشد. اما اثر تنش شوری در سطح 1% بر این صفت معنی­دار گردید (جدول 1). بیشترین محتوای نسبی آب (03/84 درصد) در بالاترین سطح شوری (200 میلی­مولار) بدست آمد که با سطوح شوری 150 و 100 میلی­مولار تفاوت معنی­داری نداشت. کمترین محتوای آب نسبی به میزان 2/73 درصد مربوط به تیمار شاهد (سطح صفر) بود که با بیشترین مقدار 88/12 درصد اختلاف داشت (شکل 5). طبق نتایج بدست آمده شوری محتوای آب نسبی را افزایش داده است که این افزایش در سطوح بالاتر شوری بیشتر می­باشد (شکل 5).

کاهش پتانسیل آب در محیط اطراف ریشه گیاه به کاهش پتانسیل آب گیاه منجر می­شود و در نتیجه گیاه با کاهش پتانسیل آبی، کارایی مصرف آب و محتوای آب نسبی بافت­ها را در پاسخ به تنش­های شوری افزایش می­دهد و آب کمتری را از طریق تبخیر و تعرق از برگ­های خود خارج می­کند (کریمی و همکاران، 1385). کامکار و رحیمی (1391) نیز گزارش کردند که روند کاهش محتوای آب نسبی برگ سه گونه بارهنگ کبیر، پسیلیوم و اواتا با افزایش سطوح شوری

شدید نبود که نشان­دهنده بقای گیاه در شرایط تنش و انجام فتوسنتز می­باشد از طرفی بعد از بارهنگ کبیر، اسفرزه توانست محتوای نسبی آب خود را تحت شرایط تنش بهتر حفظ نماید.

نتیجه­گیری:

نتایج نشان دادند که افزایش غلظت شوری موجب افزایش محتوای قند محلول و پرولین شده است؛ از طرفی در سطح شوری 50، 150 و 200 میلی­مولار با افزایش مصرف روی تا حد 7/7 میکرومولار میزان پرولین افزایش می­یابد. در نهایت، می‌­توان اظهار داشت که برای جبران برخی اثرهای مضر تنش، استفاده از عناصر ریز مغذی مانند روی که در تنظیم اسمزی اسفرزه نقش مهمی بازی می‌­کنند، می‌­تواند در مقاومت به تنش شوری این گیاه مؤثر بوده و ایفای نقش کند. به طور کلی افزایش سطوح شوری با افزایش درصد نشت همراه بود؛ به طوری که با افزایش هر سطح شوری میزان نشت از 30 تا 50 درصد افزایش نشان داد. از طرفی در سطوح شوری بالا، افزایش میزان روی باعث کاهش درصد نشت الکترولیت­ها شد. با بالا رفتن میزان شوری از مقدار پروتئین­های محلول گیاه اسفرزه کاسته شد؛ همچنین مصرف مقادیر بالا و پایین روی با کاهش میزان پروتئین محلول برگ همراه بودند اما با مصرف 7/7 میکرومولار روی میزان پروتئین محلول افزایش یافت.

منابع:

بهتاش، ف.، طباطبایی، س .ج.، ملکوتی، م .ج.، سرورالدین، م. ح. و اوستان، ش. (1389) اثر روی و کادمیوم بر رشد، مقدار کلروفیل، فتوسنتز و غلظت کادمیوم در چغندر لبویی، مجله پژوهش­های خاک (علوم خاک و آب) 24 (1): 41-31.

حیدری، م.، عبدل زاده، ا. و فرزانه، ف. (1390) اثر سطوح مختلف شوری و سه نوع تغذیه نیتروژنی بر رشد و واکنش­های بیوشیمیایی اسفرزه، مجله علوم گیاهان زراعی ایران 42 (1): 207-199.

شرفی، س.، تاج­بخش، م.، مجیدی، م. و پورمیرزا، ع. (1381) تأثیر کود آهن و روی بر عملکرد و اجزای عملکرد دو رقم ذرت علوفه­ای در ارومیه، مجله خاک و آب 12: 94-85.

قربانلی، م. نیاکان، م. (1384) بررسی اثر تنش خشکی بر روی میزان قندهای محلول، پروتئین، ترکیبات فنلی و فعالیت آنزیم نیترات ردوکتاز گیاه سویا رقم گرگان 3، نشریه علوم دانشگاه تربیت معلم 5 (1 و 2): 550-537.

کامکار، م. و رحیمی، ا. (1391) اثر شوری بر روابط آبی، تنظیم کننده­های اسمزی و عملکرد سه گونه دارویی از جنس بارهنگ، مجله الکترونیک تولید گیاهان زراعی 5 (2): 158-145.

کشاورز، پ. و ملکوتی،م. ج. (1384) اثر روی و شوری بر رشد، ترکیبات شیمیایی و بافت آوندی گندم، مجله علوم خاک و آب 19(1): 129-121.

کریمی، ق.، قربانلی، م. ل.، حیدری شریف آباد، ح. و عصاره، م. ح. (1385) بررسی مکانیسم­های مقاومت به شوری در گونه مرتعی Atriplex verrucifera (M.B)، پژوهش و سازندگی در منابع طبیعی 73: 48-42.

مارشنر، ه. (1384) تغذیه معدنی گیاهان عالی. ترجمه خلدبرین، ب. و اسلام­زاده، ط. انتشارات دانشگاه شیراز. شیراز.

Aravind, P. and Prasad, M. N. V. (2003) Zinc alleviates cadmium-induced stress in Ceratophyllum demersum L.:a free floating freshwater macrophyte. Plant Physiology and Biochemistry 41: 391-397.

Ashraf, M. and Harris, P. J. C. (2004) Potential biochemical indicators of salinity tolerance in plants. Plant Science 166: 3-16.

Bartels, D. and Sunkar, R. (2005) Drought and tolerance in plants. Critical Reviews in Plant Science 24: 23-58.

Basra, A. S. and Basra, K. R. (1997) Mechanism of environmental stress responses in plants. Harwood Academic Publisher.

Beale, S. I. (1999) Enzymes of chlorophyll biosynthesis. Photosynthesis Research 60: 43-73.

Beltrano, J. and Ranco, G. M. (2008) Improved tolerance of wheat plants (Triticum aestivum L.) to drought stress and rewatering by the arbuscular mycorrhizal fungus Glomus claroideum: Effect on growth and cell membrane stability. Brezilian Society of Plant Physiology 20 (1): 29-37.

Bradford, M. (1976) A rapid and sensitive method for the quantitation of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Annual Review Biochemical 72: 248-254.

Cakmak, I. (2000) Possible roles of zinc in protecting plant cells from damage by reactive oxygen species. New Phytologist 146: 185-205.

Cavelierl, A. J. (1983) Proline and glycin-betain accumulation by Sparina alterniflora L. in respose to Nacl and nitrogen in a controlled environment. Oecologia 57: 20- 24.

Delaney, A. J., Hu, C. A. A.,  Kishor, K. P. B. and Verma, D. P. S. (1993) Cloning ornithine-aminotransferase cDNA from Vigna anconitifolia by trans-complementation in Escherichia coil and regulation of proline biosynthesis. Journal of Biological Chemistry 268: 18673-18678.

Good, A. and Zaplachiniski, S. (1994) The effects of drought on free amino acid accumulation and protein synthesis in Brassica napus. Physiologia Plantarum 90: 9-14.

Hassan, N. A. K., Drew, J. V., Knudson, D. and Olsen, R. (1970) Influence of soil salinity on production of dry matter and uptake and distribution in barley and corn. Agronomy Journal 62: 43-45.

Hoagland, D. R. and Arnon, D. I. (1950) The water- culture for growing plants without soil. California Agriculture Experimental Statistics Circular 347: 32.

Hoekstra, F. A., Golovina, E. V. and Buitink, J. (2001) Mechanism of plant desiccation tolerance. Trends in Plant Science 9: 431-439.

Irigoyen, J. J., Emerich, D. W. and Sanchez-Diaz, M. (1992) Water stress induced changes in concentrations of proline and total soluble sugars in nodulated alfalfa (Medicago sativa L.) plants. Physiologia Plantarum 84: 55-60.

Kaya, C., Higges, D. and Kirnak, H. (2001) The effects of high salinity (NaCl) and supplementary phosphorus and potassium on physiology and nutrition development of spinach. Journal of Plant Physiology 7 (3): 47-59.

Khoshgoftarmanesh, A. H., Jaaferi, B. and Shriatmadari, H. (2002) Effect of salinity on Cd and Zn availability. 17^th  world congress of soil science, Thailand.

Lebedev, N. and Timco, P. M. (1998) Protochlorophyllide photoreduction. Photosynthesis Research 58: 5-23.

Liang, Y., Chen, Q., Liu, Q., Zhang, W. and Ding, R. (2003) Exogenous silicone (Si) increases antioxidant enzyme activity and reduces lipid per oxidation in roots or salt-stressed barley (Hordeum Vulgare L.). Journal of Plant Physiology 99: 872-878.

McNeil, S. D., Nuccio, M. L. and Hanson, A. D. (1999) Betaines and related osmoprotectants. Plant Physiology 120: 945-949.

Mishra, A. and Choudhuri, M. A. (1999) Effects of salicylic acid on heavy metal-induced membrane deterioration mediated by lipoxygenase in rice. Biology Plant 42: 409-415.

Nan, Z. R., Li, J. H., Zhang, J. M. and Cheng, G. D. (2002) Cadmium and zinc interactions and their transfer in soil- crop system under field conditions. Science of the Total Environment 285: 187-195.

Oraei, M., Tabatabaei, S. J., Fallahi, E. and Imani, A. (2009) The effects of salinity stress and rootstock on the growth, photosynthetic rate, nutrient and sodium concentrations of almond (Prunus dulcis Mill.). Journal of Horticul True Science 23: 131-140.

Paquine. R. and Lechasseur, P. (1979) Observation sur une methode dosage la libre dans les de plantes. Canadian Journal of Botany 57: 1851-1854.

Parida, A. K. and Das, A. B. (2005) Salt tolerance and salinity effects on plants: a review. Ecotoxicology and Environmental Safety 60: 324-349.

Parvaiz, A. and Satyawati, S. (2008) Salt stress and phyto-blochemical responses of plants. Plant, Soil and Environment 54: 89-99.

Patel, J. J. and Mehta, H. M. (1986). Effect of herbicides, levels and time of their application on weed control, growth and yield of isabgol Plantagoovata Forsk. Under middle Gujarat condition. Indian Journal of Weed Science
 18: 149-152.

Powell, S. R. (2000) The antioxidant properties of zinc. Journal of Nutrition 130: 1447-1454.

Wang, L. J., Liu, Y. L., Ma, K., Wang, J. Z. and Liu, X. N. (2001) Effect of NaCl treatment on free radical metabolism of fig (Ficus carica L.). Callifornia Advanced Horticulture 2: 235-241.

Zhao, Z. Q., Zhu, Y. G., Kneer, R. and Smith, S. E. (2005) Effect of zinc on cadmium toxicity-induced oxidative stressing winter wheat seedlings. Journal of Plant Nutrition 28: 1947-1959.

Zhu, J. K. (2001). Plant salt tolerance. Trends in Plant Science 6:66–71.